1 CAPÍTULO 11 Sistema nervioso: componentes y organización
2 Figura R11-1 Charles S. Sherrington
3 Figura 11-1 El cerebro, la principal estructura del sistema nervioso, está constituido por neuronas y células gliales (por gentil atención de J. DeFelipe).
4 las dendritas, el axón (en rojo) y sus rasgos preterminales que asumenFigura 11-2 a, una neurona de la corteza cerebral en la cual se observan los dominios funcionales de las neuronas. Son visibles el cuerpo celular, las dendritas, el axón (en rojo) y sus rasgos preterminales que asumen formaciones en aros alrededor de los cuerpos celulares de otras células (células de Purkinje, sombreadas). Son también visibles las dilataciones terminales, que son sitios de contacto sináptico. Santiago Ramón y Cajal realizó esta representación y fue uno de sus casos estudiados que más lo persuadieron de la falta de continuidad entre las neuronas (© herederos de Santiago Ramón y Cajal, por gentil atención del Museo Cajal, Madrid).
5 Figura 11-2 b, dos sinapsis (S1 y S2) entre dos terminaciones axónicas (At1 y At2) yuna dendrita (Den) de una célula no piramidal de la corteza auditiva de la rata. Las terminaciones axónicas son ricas en vesículas sinápticas y el surco sináptico contiene material intercelular. En este caso, la membrana postsináptica muestra una masa de material electrodenso en la propia cara citoplasmática: se trata en realidad de sinapsis asimétricas. La masa postsináptica (llamada también densidad postsináptica) está constituida por numerosas proteínas encargadas de la fijación y el recambio de los receptores y la activación de numerosas vías de transducción de la señal. (b, tomada de The fi ne structure of the nervous system: neurons and their supporting cells, 3rd ed. A Peters, H de F Webster, SL Palay, © 1970, 1976 y 1991 A. Peters; reproducción autorizada por Oxford University Press, Inc.)
6 Figura R11-3 Espinas dendríticasFigura R11-3 Espinas dendríticas. a, micrografía de un preparado original de Ramón y Cajal en la cual se reconocen las espinas de una dendrita apical de una neurona piramidal de la corteza cerebral. b, dibujos de distintos tipos de espinas efectuados por Ramón y Cajal; se puede observar la heterogeneidad morfológica de las espinas. c, micrografía con el microscopio electrónico de una espina (sp) de la corteza visual que surge de una dendrita (Den); se puede reconocer la cisterna del retículo endoplásmico liso (SR) en el cuello. La espina crea una sinapsis asimétrica (las fl echas indican la densidad postsináptica) con una terminal axónica (At1). (a y b, © herederos de Santiago Ramon y Cajal, por atención gentil del Museo Cajal, Madrid; c, de The fine structure of the nervous system: neurons and their supporting cells, 3rd ed. A Peters, H de F Webster, SL Palay, © 1970, 1976 y 1991 A Peters; reproducción autorizada por Oxford University Press, Inc.)
7 Figura 11-3 Mecanismos del transporte axónicoFigura 11-3 Mecanismos del transporte axónico. a, micrografía con microscopio electrónico de un preparado de axón de rata obtenido con la técnica de la criofractura instantánea completa que muestra un microtúbulo y un puente que lo liga a un organelo membranoso.
8 Figura 11-3 b, representación esquemática de los mecanismos de transporte. Arriba se representa el mecanismo del riel, según el cual los microtúbulos son fijos y sobre éstos se mueven varias proteínas vectoras que transportan de manera específica organelos o proteínas distintas. En cambio, abajo se representa la hipótesis según la cual las proteínas vectoras ligadas a plataformas fijas determinan el movimiento de los microtúbulos y los organelos fijados a ellos; si el microtúbulo está pegado al núcleo (como en el ejemplo mostrado) se puede generar movimiento nuclear. NF, neurofilamentos; MT, microtúbulos; MF, microfilamentos de actina. (a, de N Hirokawa. Kinesin and dynein superfamily proteins and the mechanism of organelle transport. Science 279: , © 1998 AAAS. b, modificada por Goldstein, et al )
9 Figura R11-4 a, neuronas piramidales del estrato V de la corteza cerebral marcado por vía retrógrada después de la inyección de flúor dorado en la médula espinal. b, fibras preterminales axónicas en el área somatosensorial I marcadas por vía anterógrada con PHA-L después de la inyección en el área somatosensorial II.
10 Figura R11-4 c, neuronas cerebelosas marcadas mediante transporte retrógrado transneuronal del virus de la rabia, cuatro días después de la inyección del virus en la corteza motora primaria. M, estrato molecular; P, estrato de las células de Purkinje; G, estrato de las células granulares. (a, materiales no publicados del autor; b, por atención gentil de P Barbaresi y T Manzoni; c, de RM Kelly y P Strick, Cerebellar loops with motor cortex and prefrontal cortex of a nonhuman primate. J. Neurosci 23: , © 2003 Society for Neuroscience.)
11 Figura 11-4 Principales tipos de neuronasFigura 11-4 Principales tipos de neuronas. a, neurona cuyos procesos surgen de un polo único (neurona unipolar). b, neurona cuyos procesos surgen de un proceso único (neurona seudounipolar). c, neuronas cuyos procesos surgen de los dos polos (neurona bipolar). d, representaciones de tres de los diversos tipos de neuronas reconocibles por sus numerosos procesos (neuronas multipolares).
12 Figura R11-5 Santiago Ramón y Cajal. (© herederos de SantiagoRamón y Cajal, por atención gentil del Cajal Institute, Madrid.)
13 Figura R11-6-1 Corte de un segmento cervical de médula espinal que15 días antes sufrió una lesión del funículo lateral en la región lumbar. Las fibras en degeneración walleriana (en negro) se visualizaron con el método de Marchi. (Tomada de A Brodal, Neurological anatomy in relation to clinical medicine. Oxford University Press, 1969.)
14 Figura R En la parte superior de la figura se ilustran los potenciales musculares registrados de manera intracelular en un animal homocigoto que hiperexpresa la proteína de fusión Ube4b/Nmnat (a) y en uno heterocigoto (b). El registro en a se realizó tres días después de la axotomía, mientras que el de b sólo después de dos días; la mayor amplitud del potencial en a confirma la conservación de la integridad de la conducción nerviosa y la transmisión sináptica.
15 Figura R c y d, la coloración vital con FMI-43 demuestra que en el homocigoto (d) la integridad estructural de la placa motora se conserva cinco días después de la axotomía, mientras que en el heterocigoto (c) ya está alterada después de tres días. En e se evidencia el mismo fenómeno; en este caso, la integridad de la placa neuromuscular está documentada por la marcación inmunocitoquímica para visualizar el neurofilamento/ SV2 (rojo) y α-bungarotoxina (verde). (Tomada de TGA Mack, et al. Wallerian degeneration of injured axons and synapses is delayed by a Ube4b/Nmnat chimeric gene. Nature Neurosci 2001;4: , por atención gentil de Nature Publishing Group.)
16 Figura 11-5 Los microcircuitos son modelos organizativos constituidospor las sinapsis de pocos elementos nerviosos que pueden efectuar operaciones funcionales relevantes, como la divergencia (a), la convergencia (b) y las inhibiciones presináptica (c) y postsináptica (d). En el caso ilustrado en a, cada una de las terminaciones axónicas establece contactos sinápticos con cinco dendritas postsinápticas (b-f); en b, más axones (ac) convergen en una neurona postsináptica única (d), mientras que en el ejemplo mostrado en c el axón b inhibe al axón a, que es presináptico respecto del axón c.
17 Figura 11-5 En los ejemplos mostrados en d, en cambio, la organización sináptica media dos diversas formas de inhibición postsináptica: en el modelo de la izquierda (llamado de inhibición de antealimentación), un axón (a) determina la excitación directa de la dendrita de la neurona postsináptica (b) y la de una interneurona inhibitoria (c) que inhibe la neurona; en el modelo representado a la derecha (llamado de inhibición recurrente), una neurona (a) es presináptica y postsináptica en relación con la dendrita de una interneurona inhibitoria (b) a través de la secuencia 1-6. En este último ejemplo, son fundamentales la propagación dendrítica del estímulo y la presencia de sinapsis dendrodendríticas. Las sinapsis dendrodendríticas son raras (pa, potencial de acción). (Modificada por Shepherd, 1991.)
18 Figura 11-6 Niveles organizativos del SNCFigura 11-6 Niveles organizativos del SNC. Cada nivel representa un tipo de unidad funcional y constituye la base de la organización del nivel siguiente. En el primer nivel se encuentran las sinapsis, en el último los grandes sistemas compartimentales y en el medio los niveles intermedios, los microcircuitos, los dominios dendríticos, las neuronas, los circuitos locales y los sistemas interregionales. (Modificada por Shepherd, 1991.)
19 Figura 11-7 Morfología de los astrocitosFigura 11-7 Morfología de los astrocitos. a, morfología de dos astrocitos (B y C) y sus relaciones con las neuronas y los vasos sanguíneos en un dibujo de Ramón y Cajal basado en material teñido con técnicas de plata.
20 Figura 11-7 b, imagen de un astrocito que expresa la proteína fluorescente verde(GFP) obtenida en el microscopio confocal de dos fotones. Se reconoce la estrecha relación que los procesos astrocitarios mantienen con el vaso sanguíneo y la densidad, aun mayor que la visible en a, de los procesos que emergen del cuerpo celular y que no confieren a estas células el aspecto estrellado que habitualmente se les atribuye. (a, © herederos de Santiago Ramón y Cajal, por atención gentil del Museo Cajal, Madrid. b, de M Nedergaard, et al. New roles for astrocytes: Redefi ning the functional architecture of the brain. Trends Neurosci 26:523-30, © 2003 por atención gentil de Elsevier.)
21 Figura 11-8 Astrocitos y complejidad del cerebroFigura 11-8 Astrocitos y complejidad del cerebro. La figura ilustra cómo la relación entre astrocitos y neuronas varía en diversas especies y los incrementos relacionados con el aumento de la complejidad y las dimensiones del cerebro. (Redibujada por M Nedergaard, et al. New roles for astrocytes: Redefining the functional architecture of the brain. Trends Neurosci 26:523-30, 2003.)
22 Figura R11-8 Las células estaminales nerviosas son al parecer partede la línea celular neuroepitelial → glía radial → astrocitos. Las células de la glía radial (azul) son capaces de generar neuronas (rojo) y favorecer su migración; los astrocitos de la SVZ y la SGZ son células estaminales en el adulto y dan origen a las células progenitoras intermedias (verde), de las cuales proceden las neuronas (rojo). (Modificada por F Doetsch, 2003.)
23 Figura R11-9 Representación esquemática de los mecanismos de la corticogénesis. (Redibujada por P Rakic. A small step for the cell — a giant leap for mankind: A hypothesis of neocortical expansion during evolution. Trends Neurosci 18:383-8, 1995.)
24 Figura R11-10 Inmunorreactividad para la proteína GFAP en los estratos centrales de la corteza cerebral de una rata normal (a) y una rata que dos días antes sufrió una lesión penetrante (b). Nótese en b el considerable aumento del número de los astrocitos. (Tomada de A Bignami y D Dahl. Astrocyte-specifi c protein and radial glia in the cerebral cortex of newborn rat. Nature 252:55-6, 1974, por atención gentil de Nature Publishing Group.)
25 Figura 11-9 Bases metabólicas del amortiguamiento de los sustratos energéticos. Las neuronas utilizan glucosa proveniente de la sangre o ácido láctico liberado por los astrocitos. La glucosa que llega a las neuronas de la sangre se metaboliza hasta ácido pirúvico y genera hasta ocho moléculas de ATP, dos directas y seis por la oxidación del NADH. La oxidación de dos moléculas de ácido pirúvico libera otras 30 moléculas de ATP. El total máximo es de 38 ATP/glucosa. La glucosa que captan los astrocitos se transforma en ácido pirúvico (que produce ocho moléculas de ATP en condiciones anaeróbicas); las conversiones del piruvato en ácido láctico consumen seis ATP. El ácido láctico se transfiere luego a las neuronas y su oxidación completa genera 36 moléculas de ATP. Obsérvese que los astrocitos son capaces de sintetizar glucógeno. Dado que los astrocitos poseen glucógeno y las neuronas utilizan con eficacia ácido láctico, esta compartimentalización metabólica permite a las neuronas no depender del todo de la aportación de la glucosa hemática.
26 Figura El amortiguamiento de los sustratos energéticos se correlaciona con la actividad nerviosa. La figura ilustra la siguiente sucesión de sucesos: (1) la estimulación de las neuronas excitatorias activa receptores AMPA postsinápticos y posibilita la generación de EPSP; (2) la despolarización se propaga de la espina a la dendrita, donde puede activar la abertura de canales para el Na+ dependiente de voltaje y la activación de la ATP-asa de Na+ - KC+, lo que incrementa las necesidades energéticas; (3) en consecuencia, se activa la fosforilación oxidativa en la neurona y ello provoca la reducción del contenido mitocondrial de NADH; (4) la reconstitución del NADH tiene lugar para la activación del ciclo de los ácidos tricarboxílicos, que alimenta de forma prevalente el ácido láctico extracelular liberado por los astrocitos; (5) de manera sucesiva, la captación de Glu por parte de los transportadores astrocitarios activa la ATP-asa de Na+/K+ astrocitaria; (6) la mayor necesidad metabólica estimula la glucólisis en el citoplasma de los astrocitos e incrementa el NADH citosólico; el NADH se regenera por la conversión del ácido pirúvico en ácido láctico, que extraen y utilizan las neuronas (7). (Modificada por L Pellerin, PJ Magistretti. Neuroscience. Let there be (NADH) light. Science 305:50-2, 2004.)
27 Figura 11-11 Regulación del [K+]e por parte de los astrocitos. En a se observa cómo los astrocitos captan el K+ aumentado por la actividad nerviosa a través de canales específicos, la bomba de Na+-K+ y el cotransportador de Na/K/Cl. En b, en cambio, se esquematiza el mecanismo de amortiguamiento espacial del K+, a través del cual el K+ captado por un astrocito en una región de elevada concentración se transfiere a través de las uniones hendidas a los astrocitos cercanos y se libera en regiones de baja concentración.
28 Figura Distribución de los procesos astrocitarios en el neurópilo. Micrografía electrónica de la distribución de los procesos astrocitarios distales (en azul) en el hipocampo de la rata y sus relaciones con las terminales axónicas (verde). Las flechas indican contactos sinápticos; el color rojo se refi ere a la densidad postsináptica. Obsérvese que algunas sinapsis están rodeadas por los procesos astrocitarios, mientras que otras no parecen tener relaciones con los astrocitos. (Tomada de R Ventura y KM Harris. Three-dimensional relationships between hippocampal synapses and astrocytes. J Neurosci 19: , © 1999 Society for Neuroscience.)
29 synapses. Trends Neurosci 22:451-8, 1999.)Figura Transportador de glutamato (Glu) y ciclo de la glutamina (Gln). (Redibujada por F Conti, RJ Weinberg. Shaping excitation at glutamatergic synapses. Trends Neurosci 22:451-8, 1999.)
30 Figura 11-14 Comunicación bidireccional entre astrocitos y neuronaFigura Comunicación bidireccional entre astrocitos y neurona. La actividad sináptica (arriba) puede determinar la transferencia de señales de las neuronas a los astrocitos (flecha roja): esto posibilita la movilización del calcio en los astrocitos adyacentes (azul), un suceso que puede generar señales de retroalimentación (verde) que pueden modular la sinapsis inicialmente activa (flecha verde de arriba) o las sinapsis distantes (flecha verde de abajo). También las aferencias extrínsecas, por ejemplo la nor-adrenalina (NA), puede activar a los receptores astrocitarios y modular por tanto las respuestas sinápticas. (Modificada por Araque, et al., 2001.)
31 Figura 11-15 Morfología de los oligodendrocitos. a, oligodendrocitosdel nervio óptico de rata inyectados de modo intracelular con un colorante fluorescente (Lucifer yellow). Estas células tienen 20 a 30 procesos paralelos orientados a lo largo del eje mayor del nervio. La flecha negra señala una estructura anular, que corresponde a las regiones paranodales del nervio. b, dibujo esquemático de un oligodendrocito, en el cual sólo se han reconstruido tres procesos para describir mejor su organización. (a, tomada de AM Butt y BR Ramson. Visualization of oligodendrocytes and astrocytes in the intact optic nerve by intraelular injection of Lucifer yellow and horseradish peroxidase. Glia 2:470-5, © 1989, por atención gentil de Wiley-Liss, Inc, John Wiley & Sons, Inc.)
32 Figura 11-16 Mielinización del SNCFigura Mielinización del SNC. a, dibujo esquemático del proceso de mielinización en el SNC: b-c se refieren a los casos en los cuales en los procesos oligodendrocíticos está presente material citoplasmático, mientras que b1-c1 ejemplifican los casos en los cuales no hay citoplasma en los procesos.
33 Ax, axón; nf, neurofilamentos; m, microtúbulos. (Tomada de The Figura b, c, micrografías obtenidas con el microscopio electrónico en dos diferentes ampliaciones que ilustran la estructura de la vaina mielínica. Ax, axón; nf, neurofilamentos; m, microtúbulos. (Tomada de The fine structure of the nervous system: neurons and their supporting cells, 3rd ed. A Peters, H de F Webster, SL Palay, © 1970, 1976 y 1991 A Peters; reproducción autorizada por Oxford University Press, Inc.) c
34 Figura 11-17 Células de Schwann y mielinización del sistema nervioso periférico. a, una célula de Schwann encapsuladora con numerosos axones desprovistos de vaina mielínica (algunos marcados con el asterisco). a
35 Figura b, una célula de Schwann mielinizante; nótese que el axón está recubierto por una vaina mielínica. En a y b las flechas indican la membrana basal y la cabeza de flecha las fibrillas de colágena; los asteriscos en a indican algunos axones, mientras la estrella en b señala el punto de espiralización. b
36 Figura c, en el adulto, un oligodendrocito se encarga de la mielinización de varios axones, en tanto que una célula de Schwann provee la mielinización a un solo axón. (a y b, tomadas de AM Butt y BR Ramson. Visualization of oligodendrocytes and astrocytes in the intact optic nerve by intracellular injection of Lucifer yellow and horseradish peroxidase. Glia 2:470-5, © 1989, por atención gentil de Wiley-Liss, Inc. John Wiley & Sons, Inc.)
37 Figura R11-13 Hipermielinización en un axón (H) del nervio ciático de un ratón que hiperexpresa el gen de la neurorregulina 1 tipo III. Obsérvese la presencia de dos axones normales, al parecer originados en una neurona que no hiperexpresa el gen. (Tomada de GV Michailov, et al. Axonal neuroregulin-1 regulates myelin sheath thickness. Science 304: , © 2004, AAAS.)
38 Figura R11-14 Meninges vistas al microscopio electrónico. A, vasosanguíneo; AM, aracnoides; DM, duramadre; PM, piamadre; SS, espacio subaracnoideo. Las flechas indican dos trabéculas aracnoideas. (Tomada de The fine structure of the nervous system: neurons and their supporting cells, 3rd ed. A Peters, H de F Webster, SL Palay, © 1970, 1976 y 1991 A Peters; reproducción autorizada por Oxford University Press, Inc.)
39 Figura 11-18 Sistema ventricular: se muestran los ventrículos lateralesIII y IV.
40 Figura 11-19 Secreción y resorción del líquido cefalorraquídeoFigura Secreción y resorción del líquido cefalorraquídeo. En a se muestra una sección coronal del cerebro. El recuadro en el centro del cerebro está ampliado en la porción superior de b para mostrar los plexos coroideos (del ventrículo lateral). La porción inferior de b muestra la organización de las células epiteliales coroideas, con la membrana basolateral dirigida hacia los capilares subyacentes. c ilustra una sola célula coroidea con los transportadores y los canales que contribuyen a la secreción isoosmótica de LCR: la bomba de Na+-K+, localizada en la región apical de la membrana, extruye Na+ y K+ de la célula (el bloqueo de la bomba de Na+-K+ con ouabaína anula la secreción de LCR); el movimiento de Na+ genera un gradiente en la membrana basolateral que provoca la entrada de Na+ mediado por el intercambiador de Na-H y el cotransportador Na/K/Cl a través de la membrana basolateral. (continúa)
41 Figura (continuación) El movimiento de Cl– depende de un mecanismo análogo: en un primer momento tiene lugar una acumulación intracelular de Cl– con la mediación del cotransportador Na/K/Cl de la membrana basolateral y el intercambiador Cl – HCO y, de manera sucesiva, se verifica el escape de Cl – en el LCR por medio de un canal o el cotransportador de K/Cl. Los mecanismos que determinan la secreción de HCO3– se conocen poco, pero son importantes para neutralizar la presencia de ácidos. En cambio, en d y e se reproducen la localización (d) y las relaciones con el seno venoso y el líquido del espacio subaracnoideo (e) de las granulaciones aracnoideas, donde se verifica la resorción de LCR. El mecanismo de la resorción se representa de modo esquemático en f.
42 Figura 11-20 Organización de la barrera hematoencefálicaFigura Organización de la barrera hematoencefálica. a, representación esquemática de la BHE en una sección transversal de un capilar cerebral. Son notorios el endotelio, la membrana basal, los pericitos, los astrocitos y las uniones cerradas. b, micrografía electrónica que muestra una unión cerrada (flecha). c, estructura molecular de una unión cerrada de la BHE que ilustra las relaciones entre las proteínas descritas en el texto. (b, de P Ballabh, A Braun, M Nedergaard. The blood-brian barrier: an overview. Structure, regulation, and clinical implications. Neurobiology of Disease 16:1-13; © 2004, por atención gentil de Elsevier.)
43 Figura R11-16-1 Una onda de Ca2+ en una célula de Müller disociada. En ausencia de Ca2+, la estimulación con rianodina induce una onda de Ca2+, visualizada aquí con el colorante fura-2, que empieza en la extremidad apical y termina en el pedicelo terminal. En células conectadas por uniones hendidas la onda se propaga de una célula a otra. (Tomada de SA Keirstead, RF Miller, Metabotropic glutamate receptor agonists evoke calcium waves in isolated Muller cells. Glia 21: , 1997.)
44 Figura R11-16-2 Características espaciotemporales de las variacionesde Ca2+ en astrocitos de la corteza cerebral estudiados in vivo con microscopia confocal de dos fotones. a, astrocitos marcados con el colorante Fluo-4 AM en los estratos superficiales de la corteza cerebral; los astrocitos incluidos en un círculo con un radio de 50 μm se consideran próximos al situado en el centro. b, correlación temporal de un índice de fluorescencia (que expresa la concentración de Ca2+) entre pares de astrocitos en condiciones de reposo. La correlación es más elevada en parejas de astrocitos cercanos, pero no es significativa. c, el suministro de bicoculina, un antagonista de los receptores GABAA que provoca descargas de potenciales de acción de elevada frecuencia, aumenta en grado considerable la correlación temporal de las variaciones de Ca2+. (Tomada de H Hirase, L Qian, P Barthó y G Buzsáki. Calcium dynamics of cortical astrocytic networks in vivo. PloS Biology 2004;2: , pgc H Hirase.)